Blut als Probenmaterial

Blut als Probenmaterial

Die Referenzbereiche der meisten Labormedizinischen Paramter beziehen sich auf Patienten, die nüchtern zur Blutentnahme erscheinen.
Ist der Patient während der Blutentnahme nicht nüchtern, können sich je nach angeforderter Untersuchung die Werte extrem verschieben.

Zur Erzielung optimaler Ergebnisse bitten wir Sie den Patienten frühzeitig über die unten aufgeführten Anweisungen zu informieren.

Der Patient darf in den letzten drei Tagen vor der Blutentnahme nicht an extremen sportlichen Aktivitäten teilnehmen.
Während des gesamten Vortages darf der Patient keinen Alkohol zu sich nehmen
Ab dem Vorabend darf der Patient keine Nahrung mehr zu sich nehmen.
Mindestens 3 Stunden vor der Blutabnahme darf der Patient nicht rauchen.
Vorbereitung des Patienten
 

Die Referenzbereiche der meisten Labormedizinischen Paramter beziehen sich auf Patienten, die nüchtern zur Blutentnahme erscheinen.
Ist der Patient während der Blutentnahme nicht nüchtern, können sich je nach angeforderter Untersuchung die Werte extrem verschieben.

Zur Erzielung optimaler Ergebnisse bitten wir Sie den Patienten frühzeitig über die unten aufgeführten Anweisungen zu informieren.

Der Patient darf in den letzten drei Tagen vor der Blutentnahme nicht an extremen sportlichen Aktivitäten teilnehmen.
Während des gesamten Vortages darf der Patient keinen Alkohol zu sich nehmen
Ab dem Vorabend darf der Patient keine Nahrung mehr zu sich nehmen.
Mindestens 3 Stunden vor der Blutabnahme darf der Patient nicht rauchen.

Werden mehrere Röhrchen entnommen, sollte folgende Reihenfolge bei der Blutabnahme eingehalten werden:

  1. Blutkulturen
  2. Nativblut ohne Zusätze
  3. Citratblut
  4. Heparinblut
  5. EDTA-Blut
  6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)

Hinweis

Gerinnungsröhrchen nie am Anfang abnehmen, da das erste Röhrchen mit Gewebesaft (Gewebe-Thromboplastin) kontaminiert sein kann.
Röhrchen mit Additiven kommen immer nach dem Nativröhrchen, um Kontaminationen zu vermeiden.
Entnahmereihenfolge
 

Werden mehrere Röhrchen entnommen, sollte folgende Reihenfolge bei der Blutabnahme eingehalten werden:

  1. Blutkulturen
  2. Nativblut ohne Zusätze
  3. Citratblut
  4. Heparinblut
  5. EDTA-Blut
  6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)

Hinweis

Gerinnungsröhrchen nie am Anfang abnehmen, da das erste Röhrchen mit Gewebesaft (Gewebe-Thromboplastin) kontaminiert sein kann.
Röhrchen mit Additiven kommen immer nach dem Nativröhrchen, um Kontaminationen zu vermeiden.

Nomogramm

Für die Einstellung der korrekten Drehzahlen an der Zentrifuge haben Sie drei Möglichkeiten:

  1. Den Angaben in der Betriebsanleitung der Zentrifuge folgen.
  2. Sie berechnen die Drehzahl nach folgender Formel:

    RZB: relative Zentrifugalbeschleunigung
    rpm: Drehzahl (engl. revolutions per minute) entspricht U/min (Umdrehungen pro Minute)
    r [mm] Zentrifugenradius (siehe Betriebsanleitung der Zentrifuge)
  3. Ablesen im folgenden Nomogramm:
    Hierbei wird der Radius r [mm] (Pkt. A) auf der „Radius“-Skala (links) und die RZB in g auf der mittleren Skala (Pkt. B) eingetragen. Beide Punkte werden miteinander verbunden und die Linie verlängert bis sie die rechte Drehzahl-Skala schneidet. Der Schnittpunkt (Pkt. C) auf der rechten Skala ist die gesuchte Drehzahl (U/min), die an der Zentrifuge eingestellt werden muss.
Zentrifugation von Blutproben
 

Nomogramm

Für die Einstellung der korrekten Drehzahlen an der Zentrifuge haben Sie drei Möglichkeiten:

  1. Den Angaben in der Betriebsanleitung der Zentrifuge folgen.
  2. Sie berechnen die Drehzahl nach folgender Formel:

    RZB: relative Zentrifugalbeschleunigung
    rpm: Drehzahl (engl. revolutions per minute) entspricht U/min (Umdrehungen pro Minute)
    r [mm] Zentrifugenradius (siehe Betriebsanleitung der Zentrifuge)
  3. Ablesen im folgenden Nomogramm:
    Hierbei wird der Radius r [mm] (Pkt. A) auf der „Radius“-Skala (links) und die RZB in g auf der mittleren Skala (Pkt. B) eingetragen. Beide Punkte werden miteinander verbunden und die Linie verlängert bis sie die rechte Drehzahl-Skala schneidet. Der Schnittpunkt (Pkt. C) auf der rechten Skala ist die gesuchte Drehzahl (U/min), die an der Zentrifuge eingestellt werden muss.

Um die Stabilität von bestimmten empfindlichen Analyten zu gewährleisten, ist es manchmal notwendig, Serum- oder Plasmaproben einzufrieren und in diesem Zustand an das Labor zu versenden. Niemals Vollblut einfrieren oder im gefrorenen Behälter versenden, immer zuerst zentrifugieren, dann abpipettiertes Serum oder Plasma einfrieren, falls nicht ausdrücklich im Leistungsverzeichnis anders verlangt.

Material zum Versand von gefrorenem Untersuchungsgut
A Kühlelement aus Styroporbox entnehmen
B Kühlelement mind. 12 Stunden liegend bei ca. -20°C einfrieren
C Serum oder Plasma ohne Kühlelement einfrieren (mind. 12 h).
D Probe kurz vor dem Transport in das Kühlelement stecken
E Kühlelement mit Anforderungsschein in Styroporbox stecken
F Styroporbox mit Deckel schließen, Deckel mit Gummiring sichern

Empfehlung

Es sollte stets ein Versandbehälter für den Kälteversand im Tiefkühlfach bereit liegen.

Einfrieren von Proben
 

Um die Stabilität von bestimmten empfindlichen Analyten zu gewährleisten, ist es manchmal notwendig, Serum- oder Plasmaproben einzufrieren und in diesem Zustand an das Labor zu versenden. Niemals Vollblut einfrieren oder im gefrorenen Behälter versenden, immer zuerst zentrifugieren, dann abpipettiertes Serum oder Plasma einfrieren, falls nicht ausdrücklich im Leistungsverzeichnis anders verlangt.

Material zum Versand von gefrorenem Untersuchungsgut
A Kühlelement aus Styroporbox entnehmen
B Kühlelement mind. 12 Stunden liegend bei ca. -20°C einfrieren
C Serum oder Plasma ohne Kühlelement einfrieren (mind. 12 h).
D Probe kurz vor dem Transport in das Kühlelement stecken
E Kühlelement mit Anforderungsschein in Styroporbox stecken
F Styroporbox mit Deckel schließen, Deckel mit Gummiring sichern

Empfehlung

Es sollte stets ein Versandbehälter für den Kälteversand im Tiefkühlfach bereit liegen.

 

Vollblut

Blutprobe ohne Antikoagulanz, Serum nicht von zellulären Bestandteilen separiert

Vollblut zentrifugiert

Nach Ablauf der Gerinnung zentrifugierte Blutprobe ohne Antikoagulanz im Gelröhrchen

Serum

Überstand der nach Ablauf der Gerinnung zentrifugierten Blutproben ohne Antikoagulanz

EDTA-Blut

Blutprobe mit Zusatz von EDTA als Antikoagulanz

EDTA-Plasma

Überstand des zentrifugierten EDTA-Blutes

Citratblut

Blutprobe mit Zusatz von Citrat als Antikoagulanz

Citratplasma

Überstand des zentrifugierten Citrat-Blutes

Heparinblut

Blutprobe mit Zusatz von Heparin als Antikoagulanz

Fluoridblut

Blutprobe mit Zusatz von Natriumfluorid als Stabilisator

Serum
gefroren

Serum eingefroren bei -20°C

Plasma gefroren

Plasma eingefroren bei -20°C
Übersicht der Probenmaterialien aus Blut
 
 

Vollblut

Blutprobe ohne Antikoagulanz, Serum nicht von zellulären Bestandteilen separiert

Vollblut zentrifugiert

Nach Ablauf der Gerinnung zentrifugierte Blutprobe ohne Antikoagulanz im Gelröhrchen

Serum

Überstand der nach Ablauf der Gerinnung zentrifugierten Blutproben ohne Antikoagulanz

EDTA-Blut

Blutprobe mit Zusatz von EDTA als Antikoagulanz

EDTA-Plasma

Überstand des zentrifugierten EDTA-Blutes

Citratblut

Blutprobe mit Zusatz von Citrat als Antikoagulanz

Citratplasma

Überstand des zentrifugierten Citrat-Blutes

Heparinblut

Blutprobe mit Zusatz von Heparin als Antikoagulanz

Fluoridblut

Blutprobe mit Zusatz von Natriumfluorid als Stabilisator

Serum
gefroren

Serum eingefroren bei -20°C

Plasma gefroren

Plasma eingefroren bei -20°C
Blutprobe ohne Antikoagulanz, Serum nicht von zellulären Bestandteilen separiert
 
Unter Vollblut verstehen wir eine Blutprobe ohne Antikoagulanz, bei der das Serum nicht von den zellulären Bestandteilen separiert wurde. Obwohl Vollblut prinzipiell für die Messung vieler Parameter geeignet ist, sind einige Einschränkungen zu beachten. Durch die beim Versand unvermeidbare Hämolyse bzw. den weiterlaufenden Zellstoffwechsel können Parameter zu hoch bzw. zu niedrig bestimmt werden. Auf keinen Fall sollte Vollblut deshalb für die Bestimmung von Kalium und Glucose eingesetzt werden. Eine Reihe von Parametern (z. B. CK, ASAT, LDH, Eisen) werden während des Transportes aus den Erythrozyten freigesetzt und sollten deshalb ebenfalls nach Möglichkeit nicht aus Vollblutproben bestimmt werden.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
 
Vollblut
 
Blutprobe ohne Antikoagulanz, Serum nicht von zellulären Bestandteilen separiert
 
Unter Vollblut verstehen wir eine Blutprobe ohne Antikoagulanz, bei der das Serum nicht von den zellulären Bestandteilen separiert wurde. Obwohl Vollblut prinzipiell für die Messung vieler Parameter geeignet ist, sind einige Einschränkungen zu beachten. Durch die beim Versand unvermeidbare Hämolyse bzw. den weiterlaufenden Zellstoffwechsel können Parameter zu hoch bzw. zu niedrig bestimmt werden. Auf keinen Fall sollte Vollblut deshalb für die Bestimmung von Kalium und Glucose eingesetzt werden. Eine Reihe von Parametern (z. B. CK, ASAT, LDH, Eisen) werden während des Transportes aus den Erythrozyten freigesetzt und sollten deshalb ebenfalls nach Möglichkeit nicht aus Vollblutproben bestimmt werden.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
 
Überstand der nach Ablauf der Gerinnung zentrifugierten Blutproben ohne Antikoagulanz
 

Serum ist das am häufigsten verwendete Probenmaterial in der Klinischen Chemie. Es wird z. B. benötigt bei Bestimmungen von Antikörpern, Enzymen, Elektrolyten, Metaboliten, Proteinen und Hormonen.

Bei Blutentnahme mindestens das Doppelte der erforderlichen Serummenge entnehmen und bitte stehend lagern. Frühestens 20, spätestens 45 min nach Probennahme 10 min zentrifugieren (2000g) und den gelblichen Überstand in Versandgefäß (leeres Plastikröhrchen) dekantieren. Bei Verwendung von Serumröhrchen mit Trenngel (Vacuetten® oder Monovetten®) kann das Serum über dem abgetrennten Blutkuchen stehen bleiben, das Zentrifugieren ist aber in jedem Fall notwendig.
Nach der Zentrifugation dürfen keine Erythrozyten oberhalb des Trenngels verbleiben. Es sollten nur freischwingende Zentrifugen benutzt werden, da sonst die Serumtrennung unvollständig bleibt.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
 
Serum
 
 
Überstand der nach Ablauf der Gerinnung zentrifugierten Blutproben ohne Antikoagulanz
 

Serum ist das am häufigsten verwendete Probenmaterial in der Klinischen Chemie. Es wird z. B. benötigt bei Bestimmungen von Antikörpern, Enzymen, Elektrolyten, Metaboliten, Proteinen und Hormonen.

Bei Blutentnahme mindestens das Doppelte der erforderlichen Serummenge entnehmen und bitte stehend lagern. Frühestens 20, spätestens 45 min nach Probennahme 10 min zentrifugieren (2000g) und den gelblichen Überstand in Versandgefäß (leeres Plastikröhrchen) dekantieren. Bei Verwendung von Serumröhrchen mit Trenngel (Vacuetten® oder Monovetten®) kann das Serum über dem abgetrennten Blutkuchen stehen bleiben, das Zentrifugieren ist aber in jedem Fall notwendig.
Nach der Zentrifugation dürfen keine Erythrozyten oberhalb des Trenngels verbleiben. Es sollten nur freischwingende Zentrifugen benutzt werden, da sonst die Serumtrennung unvollständig bleibt.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)

 

EDTA-Blut wird eingesetzt für die Untersuchung zellulärer und intrazellulärer Bestandteile des Blutes, z. B. für Blutbilder und Blutgruppenbestimmungen, für die Hämoglobin-Elektrophorese und das HbA1c. Weiterhin ist EDTA-Blut das Material der Wahl für genetische Untersuchungen (außer Chromosomenanalysen!), und für PCR-Untersuchungen hämatogen streuender Erreger (z. B. HIV, Hepatitis B und C).

 

Daneben können fast alle klinisch-chemischen und serologischen Untersuchungen in der Regel auch aus EDTA-Blut durchgeführt werden. Damit ist die Abnahme von EDTA-Blut ein Kompromiss, wenn bei geringer zu gewinnender Probenmenge (z. B. bei Kleinkindern) sowohl ein Blutbild als auch weitere Untersuchungen im Plasma notwendig sind.
EDTA-Blut eignet sich nicht für Gerinnungsuntersuchungen und die Bestimmung von Elektrolyten.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
EDTA-Blut
 

 

EDTA-Blut wird eingesetzt für die Untersuchung zellulärer und intrazellulärer Bestandteile des Blutes, z. B. für Blutbilder und Blutgruppenbestimmungen, für die Hämoglobin-Elektrophorese und das HbA1c. Weiterhin ist EDTA-Blut das Material der Wahl für genetische Untersuchungen (außer Chromosomenanalysen!), und für PCR-Untersuchungen hämatogen streuender Erreger (z. B. HIV, Hepatitis B und C).

 

Daneben können fast alle klinisch-chemischen und serologischen Untersuchungen in der Regel auch aus EDTA-Blut durchgeführt werden. Damit ist die Abnahme von EDTA-Blut ein Kompromiss, wenn bei geringer zu gewinnender Probenmenge (z. B. bei Kleinkindern) sowohl ein Blutbild als auch weitere Untersuchungen im Plasma notwendig sind.
EDTA-Blut eignet sich nicht für Gerinnungsuntersuchungen und die Bestimmung von Elektrolyten.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
 
Überstand des zentrifugierten EDTA-Blutes
 

EDTA-Plasma wird aus EDTA-Blut gewonnen, indem man die Probe sofort nach Entnahme 10 min bei mindestens 2000g zentrifugiert und den Überstand in ein Plastikröhrchen überführt. EDTA-Plasma ist das empfohlene Material für die Bestimmung einiger Hormone und Substanzen, die einem besonders schnellen Abbau unterliegen (z. B. ACTH, Parathormon, Katecholamine und Katecholaminmetabolite).
Gegebenenfalls ist zusätzlich das Einfrieren der Plasmaprobe zur Stabilisierung des Analyten notwendig.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
EDTA-Plasma
 
 
Überstand des zentrifugierten EDTA-Blutes
 

EDTA-Plasma wird aus EDTA-Blut gewonnen, indem man die Probe sofort nach Entnahme 10 min bei mindestens 2000g zentrifugiert und den Überstand in ein Plastikröhrchen überführt. EDTA-Plasma ist das empfohlene Material für die Bestimmung einiger Hormone und Substanzen, die einem besonders schnellen Abbau unterliegen (z. B. ACTH, Parathormon, Katecholamine und Katecholaminmetabolite).
Gegebenenfalls ist zusätzlich das Einfrieren der Plasmaprobe zur Stabilisierung des Analyten notwendig.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
 
  
 
Der Zusatz von Heparin als schonendstes Antikoagulanz ist nur bei wenigen Parametern erforderlich, bei denen die Leukozyten des Patienten intakt und teilungsfähig bleiben müssen z. B. für den T-Spot TB, den Borrelien ELISPOT oder für Chromosomenanalysen. Heparinplasma spielt als Probenmaterial praktisch keine Rolle.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
 
Heparinblut
 
 
  
 
Der Zusatz von Heparin als schonendstes Antikoagulanz ist nur bei wenigen Parametern erforderlich, bei denen die Leukozyten des Patienten intakt und teilungsfähig bleiben müssen z. B. für den T-Spot TB, den Borrelien ELISPOT oder für Chromosomenanalysen. Heparinplasma spielt als Probenmaterial praktisch keine Rolle.
1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
 
Blutprobe mit Zusatz von Citrat als Antikoagulanz
 
 
 

 

Für die Blutentnahme eignen sich am besten Vakuumsysteme (Monovetten®, Vacuetten®), bei denen ein korrektes Mischungsverhältnis (9 Teile Venenblut / 1 Teil Citrat) vorgegeben ist. Nach der Abnahme kurz schwenken, um die Durchmischung zu gewährleisten. Wenn eine Abnahme mit Vakuumsystemen nicht möglich ist, sollte die Blutprobe ohne Verzug in das Citratröhrchen gegeben werden. Dabei ist auf eine korrekte Befüllung des Röhrchens bis zur Markierung zu achten.
Enthält die Probe im Verhältnis zu viel oder zu wenig Citrat sind die Ergebnisse der daraus durchgeführten Gerinnungsuntersuchungen u. U. nicht mehr valide. Bei zu geringer Befüllung (im Verhältnis höherer Citratanteil) werden nachfolgende Gerinnungsteste gehemmt, d. h. es resultiert eine verlängerte PTT (häufigstes Problem bei Kindern!) und ein verminderter Quick (bzw. erhöhte INR ).
Bei Überfüllung der Röhrchen (zu wenig Citrat in der Probe) laufen nachfolgende Gerinnungsteste zu schnell ab: es resultieren eine falsch niedrige PTT und ein zu hoher Quick-Wert.
 
Citratblut
Citratblut wird für die Globalteste der Gerinnung ( Quick bzw. INR , PTT und Thrombinzeit ) benötigt. Diese Parameter sind im Citratblut bis zur Untersuchung stabil.
 
Citratplasma
Citratplasma ist das Material der Wahl für alle anderen Gerinnungsparameter ( Einzelfaktoren, APC-Resistenz, Lupus-Antikoagulanz).
 

Citratblut sofort 20 min bei mindestens 2000g zentrifugieren und den Überstand in ein neutrales Röhrchen (ohne Gel und Zusätze) überführen. Dabei sollte die Grenzschicht Zellen/Plasma nicht zerstört werden, um das Plasma Thrombozyten-frei zu gewinnen.

Um eine Aktivierung bzw. einen Abbau der Gerinnungfaktoren zu verhindern, muss das Plasma danach bei -20ºC eingefroren und in diesem Zustand transportiert werden.

 

Hinweis
Eine häufige Anforderung stellen Gerinnungsuntersuchungen im Zusammenhang mit einer Thromboseneigung dar. Ein wichtiger Parameter ist die APC-Resistenz. Die Messung der APC-Resistenz erfolgt funktionell in einem Gerinnungstest, für den gefrorenes Citratplasma benötigt wird. Wird eine pathologische APC-Resistenz im Labor gefunden, so liegt dem meist eine Faktor V-Leiden-Mutation zugrunde. Die Bestimmung dieser Mutation ist kein Gerinnungstest, sondern eine genetische Untersuchung. Deshalb wird für diesen Test EDTA-Blut benötigt.

Analog gilt für Prothrombin: Für die Ermittlung des Thromboserisikos ist nicht die funktionelle Aktivität des Thrombins entscheidend, sondern die Prothrombin-Mutation, die im EDTA-Blut bestimmt wird.

 

1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
Citratblut und Citratplasma
 
Blutprobe mit Zusatz von Citrat als Antikoagulanz
 
 
 

 

Für die Blutentnahme eignen sich am besten Vakuumsysteme (Monovetten®, Vacuetten®), bei denen ein korrektes Mischungsverhältnis (9 Teile Venenblut / 1 Teil Citrat) vorgegeben ist. Nach der Abnahme kurz schwenken, um die Durchmischung zu gewährleisten. Wenn eine Abnahme mit Vakuumsystemen nicht möglich ist, sollte die Blutprobe ohne Verzug in das Citratröhrchen gegeben werden. Dabei ist auf eine korrekte Befüllung des Röhrchens bis zur Markierung zu achten.
Enthält die Probe im Verhältnis zu viel oder zu wenig Citrat sind die Ergebnisse der daraus durchgeführten Gerinnungsuntersuchungen u. U. nicht mehr valide. Bei zu geringer Befüllung (im Verhältnis höherer Citratanteil) werden nachfolgende Gerinnungsteste gehemmt, d. h. es resultiert eine verlängerte PTT (häufigstes Problem bei Kindern!) und ein verminderter Quick (bzw. erhöhte INR ).
Bei Überfüllung der Röhrchen (zu wenig Citrat in der Probe) laufen nachfolgende Gerinnungsteste zu schnell ab: es resultieren eine falsch niedrige PTT und ein zu hoher Quick-Wert.
 
Citratblut
Citratblut wird für die Globalteste der Gerinnung ( Quick bzw. INR , PTT und Thrombinzeit ) benötigt. Diese Parameter sind im Citratblut bis zur Untersuchung stabil.
 
Citratplasma
Citratplasma ist das Material der Wahl für alle anderen Gerinnungsparameter ( Einzelfaktoren, APC-Resistenz, Lupus-Antikoagulanz).
 

Citratblut sofort 20 min bei mindestens 2000g zentrifugieren und den Überstand in ein neutrales Röhrchen (ohne Gel und Zusätze) überführen. Dabei sollte die Grenzschicht Zellen/Plasma nicht zerstört werden, um das Plasma Thrombozyten-frei zu gewinnen.

Um eine Aktivierung bzw. einen Abbau der Gerinnungfaktoren zu verhindern, muss das Plasma danach bei -20ºC eingefroren und in diesem Zustand transportiert werden.

 

Hinweis
Eine häufige Anforderung stellen Gerinnungsuntersuchungen im Zusammenhang mit einer Thromboseneigung dar. Ein wichtiger Parameter ist die APC-Resistenz. Die Messung der APC-Resistenz erfolgt funktionell in einem Gerinnungstest, für den gefrorenes Citratplasma benötigt wird. Wird eine pathologische APC-Resistenz im Labor gefunden, so liegt dem meist eine Faktor V-Leiden-Mutation zugrunde. Die Bestimmung dieser Mutation ist kein Gerinnungstest, sondern eine genetische Untersuchung. Deshalb wird für diesen Test EDTA-Blut benötigt.

Analog gilt für Prothrombin: Für die Ermittlung des Thromboserisikos ist nicht die funktionelle Aktivität des Thrombins entscheidend, sondern die Prothrombin-Mutation, die im EDTA-Blut bestimmt wird.

 

1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
 
  
 

Natriumfluorid blockiert den Zellstoffwechsel im Erythrozyten durch Hemmung der Glykolyse. Fluoridblut wird eingesetzt für die Bestimmung von Homocystein, Lactat und Glucose.

1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
Fluoridblut
 
 
  
 

Natriumfluorid blockiert den Zellstoffwechsel im Erythrozyten durch Hemmung der Glykolyse. Fluoridblut wird eingesetzt für die Bestimmung von Homocystein, Lactat und Glucose.

1. Blutkulturen
2. Nativblut ohne Zusätze
3. Citratblut
4. Heparinblut
5. EDTA-Blut
6. Glykolysehemmer (z. B. Fluorid)
Der „dicke Tropfen“ kommt ausschließlich für die Malariadiagnostik zum Einsatz. Einen Tropfen Blut (etwa 20 µl) möglichst im Fieberanstieg abnehmen und mit Spatel, Deckglas oder Kanüle auf etwa Daumennagelgröße auf einem fettfreien Objektträger verteilen. Bei korrekter Ausführung ist die Schrift einer untergelegten Zeitung gerade noch lesbar. Mindestens 30 min lufttrocknen lassen. Zusätzlich 2 dünne Blutausstriche mitschicken.
Dicker Tropfen
 
Der „dicke Tropfen“ kommt ausschließlich für die Malariadiagnostik zum Einsatz. Einen Tropfen Blut (etwa 20 µl) möglichst im Fieberanstieg abnehmen und mit Spatel, Deckglas oder Kanüle auf etwa Daumennagelgröße auf einem fettfreien Objektträger verteilen. Bei korrekter Ausführung ist die Schrift einer untergelegten Zeitung gerade noch lesbar. Mindestens 30 min lufttrocknen lassen. Zusätzlich 2 dünne Blutausstriche mitschicken.

Voraussetzung für die einwandfreie mikroskopische Beurteilung des Differentialblutbildes ist ein frischer Blutausstrich, der unmittelbar nach Blutentnahme angefertigt wird. Für den Ausstrich verwendet man entfettete Objektträger. Wird das Blut aus EDTA-Röhrchen entnommen, so ist die Blutprobe zuvor gut zu mischen.


Anfertigen eines Blutausstriches:
 
Ein kleiner Tropfen Blut wird am rechten Ende des Objektträgers aufgebracht. Mit der rechten Hand führt man ein schräg gehaltenes Deckglas oder einen zweiten Objektträger von links an den Bluttropfen heran, bis sich das Blut an der rückseitigen Glaskante verteilt. Nun zieht man das Blut in entgegengesetzter Richtung von rechts nach links zügig und gleichmäßig über den ganzen Objektträger (nicht das Blut vor dem Deckglas herschieben!). Ein Winkel zwischen Objektträger und Deckglas von 30 bis 45 Grad liefert die besten Ergebnisse, je kleiner der Winkel, desto dünner wird der Ausstrich. Das Blut sollte bei Erreichen des Objektträgerrandes verbraucht sein, so dass etwa ¾ des Objektträgers mit dem Blutfilm bedeckt sind.
Anschließend lässt man die Ausstriche 30 min an der Luft trocknen (erkennbar am Verschwinden des feuchten Glanzes) und schreibt mit Bleistift den Patientennamen und das Datum der Abnahme auf den Ausstrich bzw. in die geätzte Zone des Objektträgers.
 
Häufige Fehlerquellen
  • zu dicker Ausstrich (Bluttropfen zu groß)
  • ungleichmäßiges Ausstreichen (führt zu Stufenbildung)
  • zu langsames Ausstreichen (Erythrozyten klumpen zusammen)
  • Lochbildungen (Objektträger ungenügend entfettet)
Blutausstriche
 

Voraussetzung für die einwandfreie mikroskopische Beurteilung des Differentialblutbildes ist ein frischer Blutausstrich, der unmittelbar nach Blutentnahme angefertigt wird. Für den Ausstrich verwendet man entfettete Objektträger. Wird das Blut aus EDTA-Röhrchen entnommen, so ist die Blutprobe zuvor gut zu mischen.


Anfertigen eines Blutausstriches:
 
Ein kleiner Tropfen Blut wird am rechten Ende des Objektträgers aufgebracht. Mit der rechten Hand führt man ein schräg gehaltenes Deckglas oder einen zweiten Objektträger von links an den Bluttropfen heran, bis sich das Blut an der rückseitigen Glaskante verteilt. Nun zieht man das Blut in entgegengesetzter Richtung von rechts nach links zügig und gleichmäßig über den ganzen Objektträger (nicht das Blut vor dem Deckglas herschieben!). Ein Winkel zwischen Objektträger und Deckglas von 30 bis 45 Grad liefert die besten Ergebnisse, je kleiner der Winkel, desto dünner wird der Ausstrich. Das Blut sollte bei Erreichen des Objektträgerrandes verbraucht sein, so dass etwa ¾ des Objektträgers mit dem Blutfilm bedeckt sind.
Anschließend lässt man die Ausstriche 30 min an der Luft trocknen (erkennbar am Verschwinden des feuchten Glanzes) und schreibt mit Bleistift den Patientennamen und das Datum der Abnahme auf den Ausstrich bzw. in die geätzte Zone des Objektträgers.
 
Häufige Fehlerquellen
  • zu dicker Ausstrich (Bluttropfen zu groß)
  • ungleichmäßiges Ausstreichen (führt zu Stufenbildung)
  • zu langsames Ausstreichen (Erythrozyten klumpen zusammen)
  • Lochbildungen (Objektträger ungenügend entfettet)